Valorisation énergétique de la biomasse lignocellulosique
Description
Vol.3, No2, July 2004. pp. 14-19Reviews in Biology and Biotechnology Printed in Canada© 2004. The moroccan Society of Biology in Canada Fermentation des dechets de distillation de Rosmarinus officinalis par Erwinia chrysan- themi pour la production de bioethanol 1 1 3 2 1Eloutassi Nourddine *, Errachidi Faouzi , El Asli Abdelghani , El Hassouni Mouhamed , et Remmal Adnane 1 Laboratoire de Biotechnologie des Plantes Aromatiques, Faculté des sciences P.O. box 1796, Université sidi Mohamed ben Abdellah, Fès, Maroc. E-mail: bio- nour@yahoo.com 2 Laboratoire de Biologie Moléculaire, Faculté des sciences P.O. box 1796, Université sidi Mohamed ben Abdellah, Fès, Maroc. 3 Laboratoire de Microbiologie, Université Al Akhaouaye, Ifranne, Maroc. Résumé La production des huiles essentielles de romarin par hydrodistillation entraîne la formation de déchets lignocellulosiques (Cellulose, hémicellulose et composés phénoliques) en quantités considérables (32 g/100 g de plante). L'objectif de ce travail est de valoriser ces déchets en les utilisant dans la production de bioéthanol par fermentation. La matière lig- nocellulosique a été traitée par la vapeur (10min à 205 C°) pour la dépolymérisation. Ensuite, elle a été traitée par l'acide sulfurique (0,5% pendant 50min) pour libérer les sucres simples. Après la décantation et la filtration, le filtrat a été traité par le dihydroxyde de calcium (CaOH2) dans le but de précipiter les composés phénoliques qui ont été réduits de 60%.
Informations
| Publié par | bionour |
| Publié le | 10 septembre 2012 |
| Nombre de lectures | 714 |
| Langue | Français |
Extrait
Introduction
Le romarin est une plante aromatique et médicinale qui occupe
des surfaces très importantes au Maroc et dans tout le bassin
méditerranéen (Laparé et Collin, 2000 ; Eloutassi et al., 2003).
Cette plante reste insuffisamment valorisée car son utilisation
dans l'industrie d'extraction des huiles essentielles fournit des
quantités importantes de déchets lignocellulosiques (Solides) qui
sont mal exploitées. La recherche sur la production de bioéthanol
pour substituer l'utilisation du pétrole ou pour d'autres utilisations
de l'éthanol (alimentaire, pharmaceutique, cosmétique) revêt une
importance grandissante (Hettenhaus, 1998 ; Fierobe et al. 2002).
En effet la biomasse lignocellulosique des plantes contenant des
sucres polymérisés en cellulose et hémicellulose peut fournir du
bioéthanol après hydrolyse et fermentation par des micro-organ-
ismes tel que Saccharomyces cerevisiae, Candida tropicalis,
Pichia Stipitis (Olsson et Bärbel, 1996 ; Aristidou et Penttilä,
2000 ; Mielenz, 2001 ; Ikram et al., 2002).
Dans ce travail, les déchets issus de l'hydrodistillation de romarin
et les parties de la plante non hydrodistillée (tiges et rameaux) ont
été traités pour la production de sucres monomères. Ces sucres
ont été ensuite utilisés comme source de carbone pour la produc-
tion de bioéthanol par fermentation. La performance de la fer-
mentation par la bactérie Erwinia chrysanthemi EC 3665 et les
paramètres cinétiques de la production d'éthanol ont été aussi
étudiés en comparaison avec la souche Klebsiella oxytoca.
Matériels et méthodes
Hydrolyse de la matière lignocellulosique
Traitement à la vapeur:
1Kg de déchets de l'hydrodistillation de romarin a été lavé avec
de l'eau pure et filtré. Le résidu
est prétraité à la vapeur (10 min-
utes à 205 C°) dans le but de faciliter la dépolymérisation des
macromolécules lignocellulosiques.
Hydrolyse acide:
Ce résidu est traité ensuite par l'acide sulfurique dans un
extracteur à reflux. La concentration de l'acide sulfurique et le
temps de traitement ont été optimisés par la méthode de planifi-
cation des expériences (Carlson et Nordahl, 1993). Les condi-
tions optimales utilisées sont 0,5% d'acide sulfurique pendant 50
minutes pour rompre les liaisons osidiques et produire des sucres
simples (Olsson et Bärbel, 1996; Palmqvist et al., 1997).
Fermentation des dechets de distillation de Rosmarinus officinalis par
Erwinia chrysan-
themi pour la production de bioethanol
Eloutassi Nourddine
1
*, Errachidi Faouzi
1
, El Asli Abdelghani
3
, El Hassouni Mouhamed
2
, et Remmal Adnane
1
1
Laboratoire de Biotechnologie des Plantes Aromatiques, Faculté des sciences P.O. box 1796, Université sidi Mohamed ben Abdellah, Fès, Maroc. E-mail: bio-
nour@yahoo.com
2
Laboratoire de Biologie Moléculaire, Faculté des sciences P.O. box 1796, Université sidi Mohamed ben Abdellah, Fès, Maroc.
3
Laboratoire de Microbiologie, Université Al Akhaouaye, Ifranne, Maroc.
Résumé
La production des huiles essentielles de romarin par hydrodistillation entraîne la formation de déchets lignocellulosiques (Cellulose,
hémicellulose et composés phénoliques) en quantités considérables (32 g/100 g de plante).
L'objectif de ce travail est de valoriser ces déchets en les utilisant dans la production de bioéthanol par fermentation. La matière lig-
nocellulosique a été traitée par la vapeur (10min à 205 C°) pour la dépolymérisation. Ensuite, elle a été traitée par l'acide sulfurique
(0,5% pendant 50min) pour libérer les sucres simples. Après la décantation et la filtration, le filtrat a été traité par le dihydroxyde de
calcium (CaOH2) dans le but de précipiter les composés phénoliques qui ont été réduits de 60%. Après l'élimination du précipité par
filtration, le filtrat est supplémenté par l'extriat de levure, le sulfate d'ammonium ((NH4)2SO4) et le phosphate disodique (Na2HPO4)
afin de servir de milieu de fermentation par les souches bactériennes Erwinia chrysanthemi et Klebsiella oxytoca pour la production
de bioéthanol.
Les résultats obtenus montrent que les traitements subits par la matière lignocellulosique libèrent des sucres fermentescibles (22g/100
g de plante traitée). Ces sucres ont permis de produire du bioéthanol par fermentation avec un rendement plus important d'Erwinia
chrysanthemi (0,25g d'éthanol /g de sucres) par rapport à Klebsiella oxytoca (0.16g d'éthanol /g de sucres).
En conclusion, ce travail a permis de mettre au point un procédé de valorisation de déchets solides issus de la distillation du romarin
par l'utilisation de la bactérie Erwinia chrysanthemi dans la production de bioéthanol.
Reviews in Biology and
Biotechnology
© 2004. The moroccan Society of Biology in
Canada
Vol.3, No2, July 2004. pp. 14-19
Printed in Canada
Elimination des inhibiteurs de la fermentation
La précipitation des composés phénoliques inhibiteurs de la fer-
mentation (Jönsson et al., 1998) est réalisée par l'augmentation du
pH de l'hydrolysat à 9 avec le dihydroxyde de calcium
(Ca(OH)2). Le pH du filtrat obtenu, est ensuite neutralisé avec
l'acide sulfurique (H2S04, 2N).
Culture des bactéries
Les bactéries utilisées pour la fermentation sont Klebsiella oxy-
toca (El Asli et al., 2002) et Erwinia Chrysanthemi
(Barras et al.,
1997 ; Chapon et al., 2001).
La culture est réalisée dans un bioréacteur de 2 litres avec un vol-
ume utile de 1.2 l. Cette culture contient : l'extrait de levure (2.5
g l-1), le sulfate d'ammonium (NH4)2SO4 (0.25 g l-1), le sulfate
de magnésium MgSO4 (0.025 g l-1), le glycérol (0.5 ml), la pec-
tine (0.625 g l-1), le phosphate disodique Na2 HPO4 (15 g l-1),
le phosphate monosodique NaH2 PO4 (0.7 g l-1), le pH est ajusté
à 7 par NaOH (2.5M).
Fermentation
La fermentation a été réalisée dans des erlèns de 500 ml. Le vol-
ume utile de fermentation est de 200 ml contenant l'hydrolysat de
déchets du romarin comme source de carbone complémenté par
l'extrait de levure (2,5 g.l-1), le (NH4)2 HP04 (0,25 g.l-1), le Mg
SO4 (7H20) (0,025 g.l-1), et le NaH2PO4 (13,8 g.l-1). Ce milieu
est ensuite inoculé par Erwinia Chrysanthemi ou par Klebsiella
oxytoca (0.2 g de poids sec de bactéries par litre), puis incubé à
30°C sous agitation (50 rev/min).
Analyses
La croissance cellulaire a été déterminée par la mesure de la den-
sité optique à 625 nm (Spectronic 20 Boch Lamb) et par la déter-
mination du nombre de cellules viable par la technique de dilu-
tion et étalement sur milieu solide (Courvalin, 1991).
La teneur en sucres réducteurs est déterminée par la méthode de
l'acide dinitrosalicylique (DNS). La méthode phénol-acide sulfu-
rique est utilisée pour évaluer la proportion de chaque sucre
monomère issu de l'hydrolyse (Dubois et al., 1956).
Les composés phénoliques ont été analysés par la méthode Folin-
Ciocalteau modifiée (Box, 1983).
La production d'éthanol est déterminée par lecture de l'indice de
réfraction, après distillation des échantillons de milieu de culture.
Une gamme contenant différentes concentrations d'éthanol, et un
kit de dosage d'éthanol Boehringer Mannheim ont été utilisés.
Résultats et discussion
Cette étude est constituée de deux parties ; La première partie
consiste à traiter les résidus de romarin par la vapeur et par l'acide
sulfurique pour libérer les sucres simples, ensuite un traitement
par le dihydroxyde de calcium permet d'éliminer les composés
phénoliques et les acides organiques (Jönsson et al., 1998). La
deuxième partie est consacrée à l'étude de la fermentation de l'hy-
drolysat par les souches Klebsiella oxytoca et Erwinia
Chrysanthemi. (Figure 1).
Rev. Biol.
Biotech.
15
Phase I
Phase II
Huile essentielle
Autres molécules
Distillation et Extraction
des huiles essentielles de romarin
Déchets Lignocellulosiques
lignine, hémicellulose, cellulose et extractibles
Précipitation
Des composés phénoliques
Hydrolyse acide
pentose, hexose
Traitement par la vapeur
cellulose, pentose, hexose
Fermentation et Distillation de l’éthanol
F
i
gure 1: Processus de production d'éthanol à partir des déchets lignocellulosiques du romarin hydrodistillé
Constituants du résidu de romarin hydrodistillé
Cellulose:
La cellulose est une molécule linéaire non ramifiée constituée de
milliers de monomères de glucoses liés par des liaisons osidiques.
Environ 80 molécules de cellulose s'associent par des liaisons
hydrogène pour former des microfibrilles. Un grand nombre de
microfibrilles entrelacées forme une fibrille de cellulose
(Campbell, 1995). La cellulose est la composante principale de
déchets issus de l'hydrodistillation (Figure1). L'hydrolyse de la
cellulose conduit à la production de sucres monomères fer-
mentescibles (Cellubiose, glucose et xylose) (Lee et al., 1999).
Hémicelluloses:
Les hémicelluloses sont des polysaccharides non cellulosiques se
distinguant de la cellulose par le fait qu'ils soient des polymères
hétérogènes (hétéropolysaccharides) à chaînes plus courtes et
branchées. Les hémicelluloses d'après la littérature représentent
33 à 45% de la biomasse non traitée (Hettenhaus, 1998 ;
Ramalho, 1999 ; Stergar et al., 2002).
La lignine et les extractibles:
La lignine est présente dans les interstices qui cimente les chaînes
de cellulose et d'hémicelluloses. Malgré leur faible présence, les
extractibles représentent un attrait commercial important, car ils
contiennent des molécules ayant des propriétés pharmaceutiques
importantes (Térpènoîds, stéroïdes, composés phénolique et les
composés inorganiques). (Lee et al., 1999 ; Ramalho, 1999).
La lignine et les extractibles peuvent inhiber la fermentation
alcoolique ou diminuer le rendement en éthanol en libérant des
composés phénoliques et des acides inorganiques. La quantité et
la nature des produits inhibiteurs libérés varient selon la nature de
la matière lignocellulosique, le prétraitement et les conditions de
l'hydrolyse (Clark et al., 1984 ; Nigam, 2001).
Traitement de la matière lignocellulosique
Prétraitement par la vapeur:
Le prétraitement à la vapeur rompt les liaisons hydrogène qui
relient les molécules de cellulose et d'hemicellulose ce qui les
rend plus disponibles pour l'hydrolyse acide. Le prétraitement a
été optimisé à 205 °C pendant 10 min (Figure 2).
La figure 2 montre une variation considérable de la libération des
composés phénoliques en fonction du temps de prétraitement,
tandis que le taux des sucres dans le milieu reste constant.
Hydrolyse acide:
Plusieurs concentrations d'acide sulfurique ont été testées sur le
substrat prétraité à la vapeur (Figure 1). Le dosage des sucres par
la méthode de Dubois et al. (1956) nous a permis de déterminer
les conditions optimales d'hydrolyse acide de la cellulose et de
l'hémicellulose en sucre simple qui sont de 0.5 % d'acide sulfu-
rique à 100 °C (Tableau 1).
Précipitation des composés phénoliques totaux:
Le prétraitement et l'hydrolyse acide provoquent la libération de
composés phénoliques qui inhibent la fermentation (Clark et al.,
1984 ; Jeoh, 1998 ; Nigam, 2001). Dans le but d'améliorer le ren-
dement en éthanol à partir du substrat de l'hydrolyse, le Ca (OH)2
a été utilisé pour sa capacité à précipiter les composés phéno-
liques (Taherzadeh, 1999). La réduction de concentration des
composés phénoliques qui est passée de 14.25 g/l à 5.8 g/l
(Tableau 2) se traduit par une nette amélioration (40%) du rende-
ment de la fermentation alcoolique.
Fermentation
Erwinia chrysanthemi est une entérobactérie à Gram- réputée par
sa capacité à dégrader la paroi des cellules végétale grâce à la
production d'enzymes extracellulaires : pectinases, cellulases et
Rev. Biol.
Biotech.
16
Tableau 1: Libération des sucres totaux et des composés
phénoliques après 50 min de l’hydrolyse acide
Acide
sulfurique (%)
Sucres totaux
(g.l
-1
)
Composés phénoliques
totaux (g.l
-1
)
0.1
10.85
14.25
0.5
22.5
14.25
1
22.5
14.25
2
22.5
14.25
5
22.5
14.25
10
22.5
14.25
20
22.5
14.25
Figure 2 : Libération des composés phénoliques totaux et sucres
totaux durant le pré-traitement par la vapeu
r
protéases. Ces enzymes hydrolysent la pectine et la cellulose pour
produire des sucres simples qui servent de sources de carbone
assimilable par le métabolisme bactérien (Chapon et al., 2001).
Ces caractéristiques nous ont conduit à tester la capacité
d'Erwinia chrysanthemi dans l'utilisation des sucres simples
libérés pour la production d'éthanol. La souche Klebsiella oxyto-
ca
déjà utilisée dans la production d'éthanol a servi de référence
(El Asli et al., 2002).
Les résultats obtenus dans le tableau 2 montrent, d'une part que
Erwinia chrysanthemi fermente l'hydrolysat avec un rendement
d'éthanol Y (P/S) = 0.25 g P / g S. ce rendement est meilleur que
celui de Klebsiella oxytoca dans les mêmes conditions. D'autre
part, le xylose résiduel est pratiquement nul (0.2 g/l) pour Erwinia
chrysanthemi alors qu'il est très important pour Klebsiella oxyto-
ca. Ces résultats permettrent de penser que Erwinia chrysanthemi
possèderait la capacité de fermenter la totalité du xylose du
milieu alors que Klebsiella oxytoca en est incapable (El Asli et
al., 2002).
Conclusion
Les résultats obtenus dans ce travail permettent d'envisager des
recherches plus approfondies pour la mise au point d'un procédé
qui permettrait de produire des quantités non négligeables de
bioéthanol à partir des centaines de milliers de tonnes de matière
lignocellulosique produite par l'industrie d'extraction des huiles
essentielles et d'autres industries agroalimentaires qui rejettent de
grandes quantités de déchets végétaux solides.
Ce procédé a le mérite d'être à la fois dépolluant car il réduit énor-
mément la quantité de déchets solides et valorisant par la pro-
duction d'une substance (Bioéthanol) qui peut être considérée
comme une très bonne forme d'énergie renouvelable, propre et ne
générant pas de gaz carbonique (CO2) supplémentaire dans l'at-
mosphère (Kim et al., 2000; Deslandes, 2001).
Ce genre de procédé peut aussi améliorer les revenus des unités
industrielles des pays producteurs d'huiles essentielles - tel que le
Maroc - et permettre le développement d'activités industrielles
propres qui créeraient des opportunités d'emploi et offriraient une
meilleure compétitivité sur le marché international.
Remerciements
Les auteurs tiennent à remercier madame Jaqueline Gauthey,
enseignante de langue française, d'avoir bien voulu relire cet arti-
cle.
Rev. Biol.
Biotech.
17
Erwinia
chrysanthemi
Klebsiella
oxytoca
Rendement en
éthanol
0.25 gP /gS
0.16 gP /gS
Glucose résiduel
1.05 g/l
3.2 g/l
Xylose résiduel
0.2 g/l
4.01 g/l
Etapes de préparation de la matière lignocellulosique
Constituants de déchets
d’hydrodistillation (g.l
-
1
)
Hydro-
distillation
Traitement à
la vapeur
Hydrolyse
a
c
i
d
e.
Réduction de la concentration
des composés phénoliques
G
l
u
c
o
s
e
6
.
0
5
6
.
5
5
9.6
9.5
X
y
l
o
s
e
2
.
0
2
2
.
2
5
7
.
3
3
7.2
Mannose
0
.
0
1
5
0
.
0
2
2
.
3
7
2
.
3
7
G
a
l
a
c
t
o
s
e
0
.
2
2
5
0
.
2
5
1.2
1.2
Cellulose et
Hémicellulose
8.8
9.2
0
0
Composés phénoliques
totau
x
2.5
5.1
1
4
.
2
5
5.8
Tableau 2: Evolution des sucres et des composés phénoliques en fonction des étapes de traitements de la biomasse de
Rosmarinus officinalis hydrodistillé
Tableau 2 : Comparaison de performance d'Erwinia
chrysanthemi et Klebsiella oxytoca pour la fermentation
alcoolique
gP /gS: gramme de produit par gramme de substrat.
Summary
The production of rosemary's essential oil by steam distilla-
tion led to the formation of lignocellulosic wastes (cellulose,
hemicellulose and phenolic componts) in important qauntities
(32g/100g of vegetable tissu)
The aim of the present work is to valorize these wastes by
their use in bioethanol production. Lignocellulosic material
was treated by steam (10 min at 205°C) for depolymerisation,
then treated by sulfuric acid (0.5% for 50 min) to release sim-
ple monomeric sugars. After decantation and straining, the
residual material has been treated by calcium dihydroxyd (Ca
(OH)2) to reduce the phenolic components concentration by
precipitation. The filtrate was then supplemented by ammoni-
um sulfat and disodic phosphate to facilitate its fermentation
by Erwinia chrysanthemi and Klebsiella oxytoca for
bioethanol production.
The obtened results showed that the treatments used in this
study released monomeric sugars (22g/l) available for fermen-
tation. These simple sugars have been used by Erwinia
chrysanthemi to produce the bioethanol with good yield (0.25g
of ethanol/g of sugar).
In conclusion, this study allowed us to valorize vegetable solid
waste of rosemary using Erwinia chrysanthemi bacteria for
production of bioethanol.
Kay words : Erwinia chrysanthemi, alcoholic fermentation,
matter lignocellulosique, biotechnical processes, rosemary.
Références
Aristidou A.et Penttilä M. (2000). Metabolic engineering applica-
tions to renewable resource utilization. Biochemical engineering
11, 187-198.
Barras F., Bortoli G.I., Brun E., El Hassoui M., Marteau A. et hen-
rissat B. (1997). EGZ (CEL5) of Erwinia chrysantemi : two
damains and three possibilities. Structure, biochemistry, Genetics
and applications. Edet by M. Claeyssens, W. Nerinckx and Piens
K. pp 87-93.
Box D.J. (1983). Investigation of the folin ciocalten phenol
reagent for the determination of polyphenolic substances in natu-
ral waters. Water Ress, 17, p.511.
Campbell N.A. (1995). Structure et fonction des macromolécules
dans Biologie. De Boeck. Université. 3eme edition. pp 68-70.
Carlson R. and Nordahl A. (1993). Exploring organic synthetic,
eperimental procedures. Topics in current chemistry, vol 166. p 1-
64.
Chapon V., Czjzek M., El Hassouni M., Py B., Juy M. and Barras
F. (2001). Type II protein secretion in Gram-negative pathogenic
bacteria: the study of the structure/secretion relationships of the
cellulase Cel5 (formerly EGZ) from Erwinia chrysanthemi. J.
Mol. Biol. Jul 27: 310, 1055-1066
Clark T.A., Mackie K.L. (1984). Fermentation inhibitors in wood
hydrolysates derived from the softwood Pinus radiate. J. Chem.
Tech. Biotechnol ; 34b, 101-110.
Courvalin P., Drugeon H., Flandrois J.P. and Goldstein F. (1991).
Bactericidie : Aspect theoriques et therapeutique : caillon J. and
Drugeon. Denombrement des bacterie vivantes in Malione (Eds)
Paris. p 130.
Deslandes J. (2001). Mise en valeur alimentaire et médicinale des
plantes et champignons de sous-bois de la forêt feuillue de
l'Outaouais, Phase 1. Rapport préliminaire. Institut d'amé
nage-
ment de la forêt feuillue au Canada. pp 10-16.
Dubois M., Gilles A.K., Hamilton J.K., Rebers P.A., and Smith F.
(1956). Colorimetric method for determination of sugars and
related substances. Anal. Chem., 28, 350-356.
El Asli A., Boles E., Hollenberg C.P. and Errami M. (2002).
Conversion of xylose to ethanol by a novel phenol-tolerant strain
of Enterobacteriaceae isolated from olive mill wastewater.
Biotechnology Letters, 24, 13, 1101-1105.
Eloutassi N., Errachidi F., Amine C. et Remmal A. (2003). Use of
the pectinas to improve the hydrodistillation of essential oil from
Rosmarinus officinalis. J.catal.mat.env; Vol 2, 41-44.
Fierobe H.P., Bayer E.A., Tardif C., Czjzek M., Mechaly A.,
laýich A.B., Lamed R., Shoham Y. et Beilaýich J.P. (2002).
Degradation of Cellulose Substrates by Cellulosome Chimeras
Substrate Targeting Versus Proximity of Enzyme Components.
The Journal Of Biological Chemistry Vol. 277, No. 51.
Hettenhaus J. R. (1998). Ethanol Fermentation Strains Present and
Future Requirements For Biomass To Ethanol Commercialization
Sponsored By United States Department Of Energy Office Of
Energy Efficiency & Renewable Energy Ethanol Program And
National Renewable Energy Laboratory, 1-25.
Ikram U.H., Sikander A., Qadeer M.A., Javed I. (2002). Citric
acid fermentation by mutant strain of Aspergillus niger GCMC-
7using molasses based medium. Electronic Journal of
Biotechnology, 5 No, 2, 125-132.
Jeoh T. (1998). Steam Explosion Pretreatment of Cotton Gin
Waste for Fuel Ethanol Production. Thesis for the degree of
Master of Science in Biological Systems Engineering. Faculty of
the Virginia Polytechnic Institute. USA.
Jönsson L.J., Palmqvist E., Nilvebrant N.O., Hahn-Hägerdal B.
(1998). Detoxification of wood hydrolyzates with laccase and
peroxidase from the white-rot fungus Trametes versicolor, Appl.
Microbiol. Biotechnol., 49: 691-697.
Kim A.H, Moe S. et Jaworski J. (2000). La biotechnologie au
service d'une production plus propre au Canada. Programme de
recherche et de développements énergétiques (PRDE) Direction
générale des sciences de la vie. Canada ; P 39-70.
Rev. Biol.
Biotech.
18
Laparé M.C. et Collin G. (2000). Parfums du Maroc, et le vase
florentin. INFO-ESSENCES.
Bulletin sur les huiles essentielles.
Numéro 14.
Lee Y., Iyer P., Torget R. W. (1999). Dilute acid hydrolysis of lig-
nocellulosic biomass. In: Advances in Biochemical Engineering.
Biotechnology. 65, 94-11.
Mielenz J.R. (2001). Ethanol production from biomass: technolo-
gy and commercialization status. Current Opinion in
Microbiology, 4, 324-329.
Nigam J. N. (2001). Ethanol production from wheat straw hemi-
cellulose hydrolystate by Pichia Stipitis. Journal of
Biotechnology. 87, 17-27.
Olsson L. et Bärbel Hahn H. (1996). Fermentation of lignocellu-
losic hydrolysates for ethanol production. Enzyme and Microbial
Technology. 1996, 18, 312-331.
Palmqvist E., Hägerdal B.H., Svengyel Z., Zacchi G. and Rèczey
K. (1997). Simultaneous detoxification and enzyme production of
hemicellulose hydrolysates obtained after steam pretreatment.
Enzyme. Microb. Technol. 20. pp 286-293
Ramalho R.J.M.C. (1999). Nutritive value of treated straw,
Estaçao Zootecnica Nacional Santarem Portugal, Ciheam Options
Mediterraneennes.79-95.
Stergar V. et Zagorc Konèan J. (2002). The Determination of
Anaerobic Biodegradability of Pharmaceutical Waste Using
Advanced Bioassay Technique. Chem. Biochem. Eng. 16, 1, 17-
24.
Rev. Biol.
Biotech.
19
Taherzadeh M.J., Niklasson C., Lidén G. (1999). Conversion of
dilute-acid hydrolyzates of spruce and birch to ethanol by fed-
batch fermentation; Bioresource Technol., 69,1, 59
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