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Niveau: Supérieur, Doctorat, Bac+8
1 N° d'ordre: 2225 THESE présentée pour obtenir LE TITRE DE DOCTEUR DE L'INSTITUT NATIONAL POLYTECHNIQUE DE TOULOUSE École Doctorale : Sciences des Procédés Spécialité : Sciences des Agroressources par Jane ROCHE Composition de la graine de tournesol (Helianthus annuus L.) sous l'effet conjugué des contraintes agri-environnementales et des potentiels variétaux Soutenue le 27 Mai 2005 devant le jury composé de: Zéphirin MOULOUNGUI Directeur de recherche INRA Président Andrée BOUNIOLS Directeur de recherche INRA Directeur de thèse Françoise CORBINEAU Professeur Université Paris VI Rapporteur Félicity VEAR Directeur de recherche INRA Rapporteur Philippe MORARD Professeur ENSA Toulouse Membre Zakaria OUISSAFANE Industriel (Maroc) Membre

  • industriel

  • analyse de la dynamique d'accumulation des constituants en réponse aux contraintes appliquées

  • diversified composition

  • cultural practices

  • field-grown sunflower genotypes

  • graine utiles pour les transformations industrielles par l'adaptation des conduites culturales

  • composition des graines de tournesol

  • sunflower seeds


Publié le : dimanche 1 mai 2005
Lecture(s) : 68
Source : ethesis.inp-toulouse.fr
Nombre de pages : 305
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N° d’ordre: 2225


THESE

présentée
pour obtenir

LE TITRE DE DOCTEUR DE L’INSTITUT NATIONAL POLYTECHNIQUE DE TOULOUSE

École Doctorale : Sciences des Procédés
Spécialité : Sciences des Agroressources

par

Jane ROCHE

Composition de la graine de tournesol (Helianthus annuus L.)
sous l’effet conjugué des contraintes agri-environnementales
et des potentiels variétaux

Soutenue le 27 Mai 2005 devant le jury composé de:

Zéphirin MOULOUNGUI Président Directeur de recherche INRA
Andrée BOUNIOLS Directeur de recherche INRA Directeur de thèse
Rapporteur Françoise CORBINEAU Professeur Université Paris VI
Félicity VEAR Directeur de recherche INRA
Membre Philippe MORARD Professeur ENSA Toulouse
Membre Zakaria OUISSAFANE Industriel (Maroc)
1
RESUME

Les graines de tournesol sont une source de matières premières recherchées par l’industrie pour
l’alimentation humaine et animale et pour des applications non alimentaires. Toutefois, la
composition des graines de tournesol est largement influencée par les facteurs génétiques et
environnementaux. Notre démarche vise à caractériser les modes d’élaboration de constituants de la
graine utiles pour les transformations industrielles par l’adaptation des conduites culturales et par le
choix de génotypes.
Par l’utilisation de l’expérimentation pluriannuelle de plein champ et de quelques génotypes
présentant des caractéristiques intéressantes (oléiques ou non oléiques et/ou tolérants à la
sécheresse), la variabilité des teneurs en composés de la graine est étudiée selon les conditions agri-
environnementales (date de semis, régime hydrique, séquences climatiques). Elle révèle le rôle
déterminant de l’élévation de température ou de la contrainte hydrique survenant après floraison sur
le déplacement de l’équilibre huile/protéines vers la fraction protéique. Il apparaît aussi une forte
corrélation entre la teneur en acides gras insaturés à maturité (acides oléique et linoléique) et la
température. Sous stress hydrique, la teneur en acide oléique chute tandis que la teneur des autres
acides gras et celle des phytostérols sont renforcées.
L’analyse de la dynamique d’accumulation des constituants en réponse aux contraintes appliquées
permet d’identifier deux phases dans l’accumulation de l’acide oléique. L’accumulation des
phytostérols dans l’huile est maximale en début de maturation des graines et sous l’effet des forts
déficits hydriques.
Pour caractériser les génotypes utilisés, il a été choisi de déterminer le niveau d’expression des
gènes du métabolisme de base du tournesol sur une puce à ADN du tournesol (Génoplante BAP
ENSAT). En réponse à une forte contrainte hydrique, ces gènes sont exprimés ou réprimés selon les
conditions de stress hydrique.
L’approche intégrative alliant caractérisations agro-physiologique, lipochimique et génomique
permet de progresser dans la connaissance des interactions génotype*environnement pour une
production de qualité, et, aussi de dégager des éléments de gestion de la culture de tournesol
susceptibles d’orienter les synthèses vers les constituants d’intérêt industriel.

Mots-clés: graine, tournesol, acides gras, phytostérols, génotype, stress hydrique, température,
expression des gènes
2
ABSTRACT

Sunflower seeds are a source of raw materials required for industrial purposes in human and animal
food and nonfood applications. However, sunflower seeds composition is largely influenced by
genetic and environmental factors. Our study deals with the characterization of the accumulation of
seed components useful for industrial transformations by the choice of cultural practices and
genotypes.
Using a pluri-annual field device and genotypes with traits of interest (oleic or non oleic and/or
drought tolerant), the seed composition variability is studied under agri-environmental conditions
(sowing date, water regime and climate sequences). The major effect of high temperature or water
constraint occurring after flowering is to orientate oil/protein balance towards the protein fraction. It
appears also a closed correlation between the unsaturated fatty acid contents (acid oleic and acid
linoleic) and the temperature at physiological maturity. Under water stress the oleic acid content is
reduced while the content of the other fatty acids or phytosterols is enhanced.
The analysis of components accumulation in response to stress leads to the identification of two
phases for oleic acid accumulation. The phytosterols accumulation in oil reaches a maximum at the
beginning of seed ripening under scarce water resource.
To characterize the genotypes selected, the expression level of genes involved in primary
metabolism is undertaken using a sunflower microarray (Génoplante BAP ENSAT). In response to
a strong water constraint, these genes were up- or down-regulated according to water stress level.
The integrative approach combining agro-physiological, biochemical and genomic characterizations
improves knowledge on genotype*environment interactions for quality production, and also, points
out some ways to adapt sunflower crop to the production of specific components for industrial
purposes.

Key words: sunflower, fatty acids, phytosterols, genotype, water stress, temperature, gene
expression


LISTE DES PUBLICATIONS ET POSTERS
Générés par ce travail


Roche J., Essahat A., Bouniols A., El Asri M., Mouloungui Z., Mondiès M., Alghoum M. (2004).
Diversified composition of sunflower (Helianthus annuus L.) seeds within cultural practices and
genotypes (hybrids and populations). Helia, 27, 40 73-98.
Roche J., Essahat A., Bouniols A., El Asri M., Mouloungui Z., Mondiès M., Alghoum M. (2004). (Helianthus annuus L.
èmegenotypes (hybrids and populations). 6 Congrès Européen de Biotechnologie du Tournesol,
SUNBIO (5-9 Octobre 2003). Contribution orale.
Roche J., Bouniols A., Mouloungui Z., Barranco T. (2004). Variation of fatty acids contents in
thseeds under scarce water resources for oleic and standard sunflowers, Proc. 16 International
Sunflower Conference (28 Août - 2 Septembre 2004), Fargo, USA, Vol II: 783-792. Poster et
contribution orale.
Roche J., Bouniols A., Mouloungui Z., Barranco T., Cerny M. (2005). Management of
environmental crop conditions to produce useful sunflower-oil components. European Journal of
Lipid Science Technology. Sous-presse.
Roche J., Hewezi T., Bouniols A., Gentzbittel L. (2005). Transcriptional profiles of primary
metabolism and signal transduction-related genes in response to water stress in field-grown
sunflower genotypes using a thematic cDNA microarray. Plant Cell & Environment. Soumis.

REMERCIEMENTS

Mes plus sincères remerciements s’adressent tout d’abord à Mme Andrée Bouniols, directeur de
recherche à l’INRA Toulouse, pour la confiance qu’elle m’a accordée, pour son soutien, ses
critiques constructives, ses conseils qui m’ont permis d’évoluer dans ma vision de la recherche et
dans la façon de la mener ; et pour m’avoir permis d’intégrer de nombreuses collaborations. Merci
du temps qu’elle a consacré à redonner un peu de rigueur à ma plume qui a parfois tendance à
s’emballer... Grâce à elle, cette expérience de thèse aura été unique, diversifiée et enrichissante tant
d’un point de vue scientifique qu’humain.

Je tiens également à remercier Mr Mouloungui, directeur de recherche à l’INRA, pour m’avoir
donné libre accès à la plate-forme lipochimie de l’unité de chimie agro-industrielle dont il est
l’animateur, pour avoir participé, collaboré et financé une partie de ce travail, pour m’avoir suivie et
encouragée, et enfin, pour avoir accepté de présider la soutenance de ma thèse. Qu’il trouve ici ma
profonde reconnaissance.

J’adresse toute ma gratitude à Mesdames Françoise Corbineau et Félicity Vear pour la rapidité avec
laquelle elles ont lu mon manuscrit et l’intérêt qu’elles ont porté à mon travail, merci d’avoir
accepté de juger ce travail et d’avoir participé au jury de cette thèse. Je remercie également
Messieurs Philippe Morard et Zakaria Ouissafane de m’avoir fait l’honneur de participer au jury de
ma thèse.

La qualité et la continuité des données présentées dans cette thèse sont le fruit d’un travail d’équipe
sur le terrain de nombreux acteurs... J’ai pour cela pleinement profité de la présence et de
l’efficacité d’Abderrahim Essahat, chercheur à l’INRA Meknès (Maroc) et de Patrice Bascou,
Thomas Barranco, Cécile Aguilar et Céline Birota, stagiaires à l’INRA ; sans qui la mise en place et
le suivi des expérimentations n’auraient pas été réalisables et grâce à qui j’ai mesuré l’importance
du travail en équipe. Merci à vous.

Je tiens à remercier Mr Laurent Gentzbittel de l’ENSAT pour avoir contribué à l’analyse
génomique et de s’être rendu disponible à des moments clés de l’évolution du travail. Je tiens

également à exprimer ma profonde reconnaissance à Tarek Hewezi pour sa contribution, son
enthousiasme, sa disponibilité et sa patience dans le travail réalisé au laboratoire Biotechnologie et
Amélioration de Plantes et sur la Génopole-Séquençage Midi-Pyrénées.

Je tiens à remercier sincèrement Muriel Cerny pour son soutien technique, ses conseils pertinents et
pour les nombreuses discussions que nous avons eues qui ont contribué à m’ouvrir vers le monde de
la recherche appliquée, pour son accueil et sa disponibilité dont j’ai parfois peut-être abusé…

Un grand merci à Michel Mondiès, Denis Vialan et Eric Bazerthe qui m’ont initié aux techniques
agricoles et pour leur aide constante sur le terrain.
Je remercie également Nathalie Seguin et Patrick Petitbon pour m’avoir guidée et aidée dans
l’analyse protéique des échantillons.
Merci également à tous ceux qui ont participé de loin ou de près à ce travail, le personnel technique,
les secrétaire et bibliothécaire, les chercheurs aux multiples discussions ; qu’ils soient ici remerciés.

Je voudrais également remercier mes compatriotes de thèse, mes amis et complices qui ont
contribué à donner un sens à mon travail pendant ces 3 années de thèse. Merci à Marie, Laure,
Pauline, Estelle, les filles les plus belles du labo et bien sûr Manuel. Merci à Marion, je n’oublierais
jamais ta présence précieuse et constante depuis le DEA.
Une pensée particulière aux autres instigateurs et animateurs de l’association sINPThèse : François,
Patoche, Christelle, David, Ludo, Laurence, … ; qu’ils soient remerciés ici pour leur contribution de
tous les instants à la lutte pour le droit des doctorants et docteurs de demain.

Mes plus sincères et profondes pensées s’adressent à ma famille. Merci ma juju, mon gui, et mes
parents, pour simplement avoir été là en toutes circonstances, pour m’avoir toujours comprise et
soutenue dans mes choix et pour m’avoir donné la force de réaliser ce travail. Qu’ils trouvent ici
l’intensité de mon amour et de ma reconnaissance.

Enfin, merci Boris, toi mon autre, qui as su m’écouter, me comprendre, me supporter, me corriger,
me motiver, me soutenir et me conseiller dans les moments les plus tristes comme les plus heureux.
La force d’être deux fait toujours naître de grandes choses…











SOMMAIRE
Sommaire
Introduction........................................................................................................................................7
Chapitre I - Etat des connaissances10
Avant-propos ....................................................................................................................................10
1. Composition et formation des graines de tournesol...............................11
1.1. Formation de l’akène......11
1.2. Composition de la graine ................................................................13
1.2.1. Constituants de la coque.........................13
1.2.2. Principaux constituants de l’amande......................................14
1.2.2.1. Protéines de réserve............................................................................................14
1.2.2.2. Lipides de réserve..............................15
1.2.3. Formation et accumulation des protéines et des lipides.........................................16
1.2.4. Constituants lipidiques...........................................................................................16
1.2.4.1. Acides gras.........17
1.2.4.2. Tocophérols........................................................................................................19
1.2.4.3. Phytostérols........................................20
2. Eléments du métabolisme lipidique .......................................................................................26
2.1. Néosynthèse des acides gras..........................27
2.1.1. Source de C ............................................................................................................27
2.1.2. Phase d’activation..29
2.1.3. Phase de formation/élongation...............29
2.1.4. Phase de désaturation .............................................................................................31
2.1.4.1. Désaturation des acides gras saturés..................................31
2.1.4.2. Désaturation de l’acide oléique..........................................32
2.1.5. Phase de transport ou d’export...............................................33
2.2. Biosynthèse des glycérolipides ......................................................33
2.2.1. Voie procaryotique.................................................................34
2.2.2. Voie eucaryotique ..................................34
2.3. Elaboration des réserves lipidiques................................................................................36
2.3.1. Biosynthèse des triglycérides.................36
2.3.2. Synthèse des oléosomes.........................36
2.3.3. Protéines de transfert lipidique (LTP)....................................................................37
3. Qualité et Production..............................................38
3.1. Contexte agricole de la production du tournesol............................38
3.2. Productivité et facteurs limitants....................................................................................40
3.2.1. Productivité et disponibilité hydrique ....................................................................40
3.2.2. Productivité et alimentation azotée........42
3.3. Produire dans un contexte d’exigence de qualité...........................43
1 Sommaire
4. Molécules utilisables issues de la culture du tournesol: intérêt, enjeux et types de
valorisations ...................................................................................................................................45
4.1. Intérêts et enjeux économiques et sociaux autour des valorisations ..............................45
4.2. Nouveau visage des valorisations alimentaires46
4.3. Débouchés de la valorisation non alimentaire: jachère industrielle et culture de
diversification.............................................................................................................................46
4.4. Valorisations de la fraction lipidique .............................................................................48
4.4.1. Débouchés alimentaires.........................48
4.4.1.1. Huile et acides gras ............................................................................................48
4.4.1.2. Composés mineurs.............................50
4.4.1.3. Procédés de transformation ................................................................................51
4.4.2. Débouchés non alimentaires..................52
4.5. Valorisation des coproduits de la culture de tournesol53
4.5.1. Tourteau et protéines..............................................................................................54
4.5.2. Biomasse végétative...............................54
4.5.3. Graine entière de bouche........................55
5. Facteurs de variabilité de la qualité................................................................56
5.1. Déterminisme et amélioration génétique .......................................................................56
5.1.1. Sélection génétique56
5.1.1.1. Evolution et exploitation du potentiel génétique...............57
5.1.1.2. Croisements génétiques: la sélection dirigée .....................................................57
5.1.2. Mutations génétiques .............................................................59
5.1.2.1. Mutants riches en acide oléique .........................................................................60
5.1.2.2. Mutants riches en acide stéarique......61
5.1.2.3. Mutants riches en acide palmitique....61
5.1.2.4. Mutants riches en tocophérols............................................................................62
5.2. Facteurs agri-environnementaux....................63
5.2.1. Température ...........................................63
5.2.1.1. Huile et protéines...............................................................63
5.2.1.2. Acides gras.........................................64
5.2.1.3. Composés mineurs .............................................................67
5.2.2. Disponibilité hydrique............................................................68
5.2.2.1. Remplissage de la graine et translocations.........................68
5.2.2.2. Huile et protéines ...............................................................69
5.2.2.3. Acides gras.........................................................................70
5.2.3. Rayonnement incident............................70
5.2.4. Alimentation azotée ...............................................................73
5.2.5. Sol ..........................................................................................74
2 Sommaire
Chapitre II - Matériels biologiques, méthodes analytiques et caractérisation des conditions
culturales...........................................................................................................................................75
1. Choix des génotypes..............75
2. Conduites culturales et dispositifs expérimentaux.................................................................76
2.1. Expérimentation en milieu contrôlé...............77
2.1.1. Conditions de culture et mise en place des essais ..................................................77
2.1.2. Régime hydrique ....................................................................78
2.2. Expérimentations en milieu naturel...............80
2.2.1. Dispositif « rotations-qualité »................................................................80
2.2.2. Conditions de culture.............................80
2.2.3. Traitement date de semis........................81
2.2.4. Traitement hydrique en phase post-florale................................82
2.2.5. Caractérisation des séquences climatiques.............................82
2.2.5.1. Climat.................................................................................................................83
2.2.5.2. Bilan hydrique....83
2.2.5.3. Gamme de températures moyennes ...................................................................85
2.2.5.4. Somme des températures....................................................................................86
2.2.5.5. Rayonnement global incident.............87
2.2.6. Caractérisation du statut hydrique..........88
2.2.6.1. Humidité volumique du sol................................................................................88
2.2.6.2. Potentiel hydrique foliaire..................89
2.2.6.3. Teneur en eau relative des feuilles .....................................................................92
2.2.6.4. Estimation du niveau de stress hydrique............................93
2.2.7. Contrôle du développement de la culture...............................94
2.2.7.1. Exemple de l’évolution de la surface foliaire en fonction de la disponibilité
hydrique ............................................................................................................................95
2.2.7.2. Exemple de la durée du cycle de développement en fonction de la date de semis
97
3. Prélèvements des échantillons biologiques............................................................................98
4. Détermination des teneurs en constituants de la graine.........................99
4.1. Détermination de la teneur en huile.............100
4.1.1. Méthode de référence (Soxhlet)...........................................................................100
?4.1.2. Accelerated Solvent Extractor (ASE 200 Dionex).............100
4.1.3. Résonance Magnétique Nucléaire (RMN) ...........................................................101
4.2. Détermination de la teneur en acides gras....................................101
4.2.1. Extraction et estérification des acides gras..........................102
4.2.2. Dosage des esters méthyliques d’acides gras par CPG........102
4.3. Détermination de la teneur en phytostérols..................................................................103
4.3.1. Extraction des phytostérols ..................................................................................103
3

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