Biogéochimie des lipides en milieu marin côtier anthropisé : baie de Marseille - Méditerranée, Biogeochemistry of lipids in a marine coastal anthropized environment : bay of Marseille - Mediterranean sea
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Description

Sous la direction de Madeleine Goutx, France Van Wambeke
Thèse soutenue le 27 janvier 2010: Aix Marseille 2
Le cycle biogéochimique des lipides a été étudié en milieu marin côtier anthropisé. Ce travail est basé sur l’analyse chimique des stocks de lipides par CCM/DIF et la mesure de leur hydrolyse par les communautés bactériennes associées à ces stocks. Un développement méthodologique a eu pour objectif d’identifier les bactéries marines possédant l’activité lipase. Le substrat testé (ELF-palmitate), vendu comme marqueur potentiel des lipases, n’est pas hydrolysé spécifiquement par ces dernières. Par conséquent, il ne constitue pas un outil adéquat pour l’identification des bactéries lipases en milieu marin. L’étude temporelle réalisée en baie de Marseille a permis de déterminer les caractéristiques côtières propres à la baie, et de les comparer à des mesures obtenues antérieurement en milieu hauturier (site DYFAMED, Mer Ligure). Alors qu’ils représentent 1 à 7 % du carbone organique dissous (COD) en milieu hauturier, les lipides peuvent représenter jusqu’à 16% du COD en baie de Marseille en période de forte productivité, soulignant une forte accumulation de ces composés dans la matière organique dissoute (MOD). L’influence des apports côtiers dans la distribution des lipides biogéniques n’apparaît pas de manière aussi flagrante qu’on pouvait s’y attendre. Leur distribution est clairement contrôlée par les alternances saisonnières, comme dans le milieu hauturier. Ainsi, leur temps de résidence varie de 0.8-8 jours en fonction de l’activité bactérienne et de la saison. Les apports lipidiques d’origine anthropique (hydrocarbures) sont détectés à des concentrations parfois très élevées en 2007 en baie de Marseille. Entre 2007 et 2008, une forte diminution des concentrations en lipides et hydrocarbures dissous pourrait être liée à la mise en place d’un étage biologique dans le traitement des eaux usées de la ville de Marseille. Ce traitement supplémentaire aurait en effet pour principale conséquence de diminuer les apports en MOD dans les eaux usées rejetées par l’émissaire de Cortiou. Cette hypothèse implique que l’influence du panache de Cortiou soit visible jusqu’à la station Sofcom, située au milieu de la rade sud de la baie de Marseille
-Biogéochimie
-Lipides
-Chimie analytique
-Microbiologie
-Hydrolyse
-Lipases
The biogeochemical cycle of lipids has been studied in a marine coastal anthropized environment. This work is based on chemical analysis of lipids by TLC/FID and the measurement of their hydrolysis rates by the associated bacterial communities. A methodological development aimed to identify lipase marine bacteria. The tested substrate (ELF-palmitate), sold as a potential marker of lipases, was not specifically hydrolyzed by the latter. Therefore, it is not an appropriate tool for the identification of marine lipase bacteria. The time series conducted in the Bay of Marseille (April 2007 – December 2008) allowed the determination of coastal characteristics of the bay and their comparison with previous measurements, obtained in the open Mediterranean Sea (DYFAMED, Ligurian sea). While they represent 1 to 7% of de dissolved organic carbon (DOC) at the offshore station, lipids may represent up to 16% of DOC in the Bay of Marseille, during periods of high productivity, underlining a strong accumulation of these compounds in the dissolved organic matter (DOM). The coastal inputs did not influence the distribution of biogenic lipids as was expected. Their distribution was clearly controlled by season, as in the offshore site. Accordingly, their residence time ranged from 0.8-8 days depending on bacterial enzyme activity and season. Lipidic anthropogenic inputs (hydrocarbons) were occasionally detected at very high concentrations in the Bay of Marseille during the year 2007. Between 2007 and 2008, a significant decrease in dissolved biogenic lipid and hydrocarbon concentrations could be related to the establishment of a biological treatment of wastewaters from Marseille. Indeed, this additional processing was expected to lead to the decrease of DOM inputs in wastewaters. This hypothesis implies that the plume of the wastewaters from Cortiou could influence the quality of OM at the Sofcom station, located in the centre of the Bay of Marseille.
Source: http://www.theses.fr/2010AIX22008/document

Sujets

Informations

Publié par
Nombre de lectures 88
Langue Français
Poids de l'ouvrage 5 Mo

Exrait

Observatoire des sciences de l’univers
THESE
Présentée par Marie Duflos
Pour l’obtention du grade de
DOCTEUR DE L’UNIVERSITE DE LA MEDITERRANEE
Discipline : Sciences de l’environnement marin
Biogéochimie des lipides en milieu marin côtier anthropisé.
Baie de Marseille – Méditerranée
Jury
Madeleine Goutx directrice de thèse

France Van Wambeke co-directrice de thèse
Laura Giuliano rapporteur
Christopher Parrish rapporteur
Bertrand Millet examinateur
Jean François Ghiglione examinateur
Pierre Boissery membre invité
1Remerciements
En premier lieu, j’adresse ma reconnaissance à Yvan Dekeyser, directeur du Centre
d’Océanologie de Marseille, ainsi qu’à Richard Sempéré, directeur du Laboratoire de
Microbiologie, Géochimie et Ecologie Marines pour leur accueil au sein de leurs équipes.
Cette thèse a bénéficié du soutien financier de l’Agence de l’Eau, et s’est déroulée en
partenariat avec le bureau d’étude CREOCEAN. Je remercie particulièrement Pierre
Boissery (Agence de l’Eau RMC) pour la confiance qu’il a placé dans ce projet, et Romain
Legras (agence CREOCEAN PACA-Corse) pour nos échanges et l’intérêt qu’il a porté à mes
travaux.
Evidemment, mes pensées vont à mes deux directrices de thèse, Madeleine Goutx et
France Van Wambeke. Merci Madeleine, pour ton soutien, ainsi que pour nos discussions et
débats, toujours constructifs. J’ai beaucoup appris à tes côtés. France, merci pour ta
disponibilité, ta patience, et pour m’avoir fait partager tes connaissances sans limite en
microbiologie.
Je n’oublie pas les personnes avec lesquelles j’ai collaboré ou qui m’ont apporté leur
aide. Merci Cathy, pour ta très grande disponibilité et ta pédagogie. Merci à Bruno et Marc,
ainsi qu’à tous les membres du laboratoire qui ont su se rendre disponibles lorsque j’en ai eu
besoin. Je pense à tous les collègues qui rendent la vie de notre laboratoire conviviale, et ont
permis que ces 4 années se déroulent dans la bonne humeur. Je remercie Christopher Parrish
et Jeanette Wells qui m’ont chaleureusement accueillie à l’Ocean Science Centre de Terre-
Neuve ; ainsi que les membres de l’équipage du N/O Antédon II (Pierre Pichon, Patrick
Tixidor et Arnaud Mahaud) pour leur accueil à bord, et les sorties en mer, toujours
conviviales.
J’en profite également pour remercier mes amis, Marie Paule, Emma, Bastien, Julien,
Anne. Je pense bien sûr à mes parents et mon frère qui ont toujours cru en moi. Merci de
m’avoir transmis le goût de la mer et de l’aventure. Car c’est bien une aventure qui se
termine aujourd’hui. Enfin, merci à toi Yoan, qui m’a courageusement soutenue tout au long
de cette thèse. Tu as su être présent lorsque j’en ai eu le plus besoin.
2Table des Matières
Introduction générale ............................................................................................................. 11
Chapitre 1 : Etat de l’art ....................................................................................................... 15
1. La matière organique en milieu marin ............................................................................. 16
2. Les lipides en milieu marin .............................................................................................. 19
2.1. Intérêt de l’étude des lipides ................................................................................................ 19
2.2. Les différentes classes de lipides ......................................................................................... 21
3. Hydrolyse ectoenzymatique des lipides en milieu marin ................................................. 24
Chapitre 2 : Matériel et Méthode ......................................................................................... 27
1. Cultures bactériennes ........................................................................................................... 28
1.1 Contrôle des propriétés lipases de la souche Alteromonas macleodii .................................. 28
1.2 Milieux de culture ................................................................................................................ 28
1.3 Expériences réalisées ........................................................................................................... 29
1.4 Principe du marquage ELF .................................................................................................. 30
1.4.1. Principe de la réaction ................................................................................................................... 30
1.4.2. Protocole standard ......................................................................................................................... 31
2. Zone d’étude et échantillonnage en milieu naturel .............................................................. 32
2.1. Milieu côtier ............................................................................................................................... 32
2.2. Milieu hauturier.......................................................................................................................... 34
33. Mesure des paramètres ancillaires ........................................................................................ 36
3.1. Mesures CTD ............................................................................................................................. 36
3.2. Sels nutritifs ............................................................................................................................... 36
3.3. Carbone organique dissous (COD) ............................................................................................ 37
4. Extraction et analyse des lipides dissous et particulaires ..................................................... 37
5. Mesure des abondances bactériennes ................................................................................... 40
5.1. Dans les cultures et en milieu côtier .......................................................................................... 40
5.2. En milieu hauturier ..................................................................................................................... 41
6. Mesure des vitesses d’hydrolyse des lipides ........................................................................ 41
6.1. Utilisation du substrat MUF-palmitate ................................................................................ 42
6.1.1. Mesures à concentration saturante dans les cultures pures ............................................................ 42
6.1.2. Cinétiques concentrations dans le milieu naturel .......................................................................... 43
6.2. Utilisation du substrat ELF-palmitate .................................................................................. 43
36.3. Principe des mesures [ H]-trioléine ..................................................................................... 44
6.4. Expériences d’inhibition compétitive entre les substrats MUF-palmitate et ELF-palmitate 44
7. Tests statistiques ............................................................................................................... 45
Chapitre 3 : Mises au point méthodologiques d’un protocole de marquage des bactéries
lipases par la sonde fluorescente ELF-palmitate. ................................................................ 47
1. Introduction ...................................................................................................................... 48
2. Principaux résultats .......................................................................................................... 50
3. Discussion ........................................................................................................................ 53
3.1. Les lipases ............................................................................................................................ 53
43.2. Les substrats ......................................................................................................................... 54
3.3. Le marquage cellulaire ......................................................................................................... 55
4. Conclusion ........................................................................................................................ 56
5. Publication ........................................................................................................................ 57
Chapitre 4 : Etude temporelle des lipides et de leur hydrolyse en milieu anthropisé : la
baie de Marseille ..................................................................................................................... 71
1. Paramètres ancillaires ....................................................................................................... 72
2. Lipides dissous et particulaires ........................................................................................ 77
2.1. Lipides totaux (LT-HC) ....................................................................................................... 78
2.2. Les hydrocarbures (HC) ....................................................................................................... 84
2.3. Les lipides polaires mobiles dans l’acétone (AMPL) .......................................................... 87
2.4. Les lipides hydrolysables ..................................................................................................... 88
2.4.1. Les cires et stérols esters (WSE) ................................................................................................... 90
2.4.2. Les triglycérides (TG) ................................................................................................................... 93
2.4.3. Les phospholipides (PL) ................................................................................................................ 94
2.5. Les lipides simples et intermédiaires ................................................................................... 95
2.5.1. Les Acides Gras (AG) ................................................................................................................... 96
2.5.2. Les Alcools (ALC) ........................................................................................................................ 96
2.5.3. Les DG .......................................................................................................................................... 97
2.6. Les stérols (ST) .................................................................................................................... 98
3. Hydrolyse des lipides ....................................................................................................... 98
3.1. Cinétiques concentrations .................................................................................................... 98
3.2. Paramètres cinétiques Vmax et Km ................................................................................... 100
53.3. Abondances bactériennes ................................................................................................... 102
3.4. Activités spécifiques potentielles ....................................................................................... 103
4. Relations entre les paramètres hydrologiques, chimiques et microbiologiques ............. 104
5. Discussion ...................................................................................................................... 107
5.1. Comparaison des lipides en baie de Marseille avec les données de la littérature .............. 107
5.2. Evolution saisonnière des lipides en milieu côtier ............................................................. 111
5.3. Activité d’hydrolyse des lipides en baie de Marseille ....................................................... 114
5.4. Inhibition des vitesses d’hydrolyse aux fortes concentrations en substrat ......................... 118
5.5. Variations saisonnières des vitesses d’hydrolyse ............................................................... 120
Chapitre 5 : Etude temporelle des marqueurs lipidiques et de leur hydrolyse en milieu
hauturier : station DYFAMED ........................................................................................... 121
1. Paramètres ancillaires ..................................................................................................... 123
2. Distribution des lipides dissous et particulaires ............................................................. 126
2.1. Lipides biogéniques dissous............................................................................................... 126
2.2 Lipides biogéniques particulaires ....................................................................................... 128
2.3 Lipides d’origine anthropique ............................................................................................ 130
3. Hydrolyse des lipides ..................................................................................................... 131
4. Activités spécifiques ...................................................................................................... 132
5. Discussion ...................................................................................................................... 133
6. Publication ...................................................................................................................... 139
6Chapitre 6 : Etude comparative de la biogéochimie des lipides en milieux contrastés . 159
1. Comparaison des sites d’étude ....................................................................................... 160
2. Caractéristiques quantitatives et qualitatives des stocks de lipides ................................ 161
3. Caractéristiques des activités d’hydrolyse ..................................................................... 162
4. Temps de résidence des lipides ...................................................................................... 163
5. Impact anthropique ......................................................................................................... 166
Conclusions et perspectives ................................................................................................. 169
Références bibliographiques ............................................................................................... 174
Annexes ................................................................................................................................. 200
7Glossaire
AG : acides gras DAPI : 4',6-diamidino-2-phénylindole
AGd : acides gras dissous DCM : deep chlorophyll maximum
AGp : acides gras particulaires DG: diglycérides
ALC : alcools DGd: diglycérides dissous
ALCd : alcools dissous DGp: diglycérides particulaires
ALCp : alcools particulaires DGDG : digalactosyldiglycérides
AMPL : lipides polaires mobiles dans DMSO: dimethylsulfoxide
l’acétone DPG diphosphatidylglycérides
AMPLd : lipides polaires mobiles dans DYNAPROC : DYNAmics of rapid
l’acétone dissous PROCesses in the water column
AMPLp : lipides polaires mobiles dans ELF : enzyme labelled fluorescence
l’acétone particulaires
ELFA: enzyme labeled fluorescence –
CCM : chromatographie sur couche mince
alcool
CCM/DIF : chromatographie sur couche
ELF-palmitate : enzyme labelled
mince couplée à la détection par ionisation
fluorescence – palmitate
de flamme
GC : chromatographie en phase gazeuse
Chl a : chlorophylle a
GC/MS : chromatographie en phase gazeuse
COD : carbone organique dissous
couplée à la détection de masse
CTD (profileur) : Conductivity-
GL : glycolipides
Temperature-Fluorescence-Depth
HC : hydrocarbures
Culture PYR : culture bactérienne en milieu
HCd : hydrocarbures dissous
PYR (où la seule source de carbone est le
pyruvate) HCp : hydrocarbures particulaires
Culture TG : culture bactérienne en milieu
TG (où les sources de carbone sont le
8pyruvate et le tripalmitate)
IC50 : Concentration en ELF-palmitate pour
MUF: 4-méthylumbelliferyl
laquelle l’hydrolyse du MUF-palmitate est
MUF-palmitate: 4-méthylumbelliferyl –
inhibée de 50 % (calculé au cours des
palmitate expériences d’inhibition compétitive entre
les deux substrats)
PC : phosphatidylcholines
INSU : Institut national des Sciences de
PE : phosphatidyléthanolamines
l’Univers
PECHE : Production and Export of Carbon:
Km : constante de Michaelis-Menten
control by HEterotrophic organisms at short
LC : lipides chloroplastiques
temporal scale
LSW : low salinity water
PG : phosphatidylglycéride
LT: lipides totaux
PIG : pigments
LTd : lipides totaux dissous
PL : phospholipides
LTp : lipides totaux particulaires
PLd : phospholipides dissous
LT-HC: lipids totaux moins les
PLp : phospholipides particulaires
hydrocarbures = lipids biogéniques
PROPECHE : PROCess of mineralisation
LTd-HC : lipides biogéniques dissous
within PECHE
LTp-HC : lipides biogéniques particulaires
PYR: pyruvate
MG : monoglycérides
SE : esters de stérols
MGDG : monogalactosyldiglycérides
SOMLIT : Service d’Observation en Milieu
Milieu PYR: milieu de culture où la seule
LITtoral
source de carbone est le pyruvate
ST: stérols
Milieu TG : milieu de culture où les sources
STd : stérols dissous
de carbone sont le pyruvate et le tripalmitate
STp : sterols particulaires
MO : matière organique
TG : triglycérides
MOD : matière organique dissoute
TGd : triglycérides dissous
9MOP : matière organique particulaire TGp : triglycérides particulaires
VH-ELF : vitesse d’hydrolyse mesurée avec
50 µM de concentration finale en ELF-
palmitate (dans les cultures pures)
VHis: vitesses d’hydrolyse in situ
VH-MUF : vitesse d’hydrolyse mesurée
avec 50 µM de concentration finale en
MUF-palmitate (dans les cultures pures)
Vm : vitesse d’hydrolyse maximale
WSE : cires
WSEd : cires dissoutes
WSEp : cires particulaires
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