//img.uscri.be/pth/7be6f8757c3e13a0814db2f7ed051126b1406c64
Cet ouvrage fait partie de la bibliothèque YouScribe
Obtenez un accès à la bibliothèque pour le lire en ligne
En savoir plus

Les processus biogéochimiques impliqués dans la mobilité de l’arsenic : recherche de bioindicateurs, Biogeochemical processes involved in arsenic mobility : research of bioindicators

De
275 pages
Sous la direction de Corinne Leyval, Michel Jauzein
Thèse soutenue le 21 novembre 2008: Nancy 1
Les bactéries jouent un rôle majeur dans la mobilité de l’arsenic (As) dans l’environnement. L’objectif de cette thèse était d’identifier les acteurs bactériens clés de la biotransformation de l’As pouvant être utilisés comme bioindicateurs du devenir de l’As dans les sites pollués. De nouveaux outils moléculaires ont été développés sur les gènes aoxB, codant la sous-unité catalytique de l’AsIII-oxydase, et validés pour analyser qualitativement et quantitativement les communautés AsIII-oxydantes. La pertinence de l’usage de ce gène comme marqueur fonctionnel a été démontrée par sa détection exclusive chez toutes les bactéries AsIII-oxydantes testées et une phylogénie AoxB cohérente et similaire à celle de l’ARNr 16S. Les approches de DGGE et de PCR en temps réel appliquées aux gènes aoxB ont permis d’évaluer rapidement et sensiblement les variations de communautés AsIII-oxydantes associées à différentes teneurs et spéciations d’As dans des eaux. La coexistence de diverses bactéries AsIII-oxydantes et AsV-réductrices a également été démontrée dans des sols industriels et agricoles. La microflore indigène est ainsi capable d’influencer la spéciation/mobilité de l’As initialement présent et/ou adsorbé sur des oxy-hydroxydes de fer selon les conditions redox du milieu. L’usage des gènes fonctionnels aoxB et arrA, marqueurs des bactéries AsIII-oxydantes et respirant l’AsV, est pertinent pour évaluer les transformations potentielles de l’As. L’effet de bactéries agissant indirectement sur la mobilité de l’As a également été révélé. La détection de ces activités bactériennes à l’aide d’outils moléculaires est prometteuse pour évaluer la mobilité de l’As dans un écosystème donné.
-gènes aoxB
-gènes arrA
-bactéries AsIII-oxydantes
-bactéries AsV-réductrices
Bacteria can play a major role in the environmental mobility of arsenic (As). The aim of this study was to identify key bacterial players involved in the biotransformation of As and to use them as bioindicators or predictive tools of As behaviour in polluted sites. Novel molecular tools were developed based on the aoxB gene which encodes the catalytic subunit of AsIII-oxidase, and validated for use in the qualitative and quantitative analysis of the AsIII-oxidizing bacterial community. The aoxB gene was exclusively detected in all tested AsIII-oxidizing bacteria and AoxB and 16S rRNA gene phylogenies were broadly coherent, demonstrating the usefulness of the aoxB gene as a powerful functional marker. The application of DGGE and real-time PCR on aoxB genes allowed the rapid and sensitive evaluation of changes in the AsIII-oxidizing community as a function of As speciation and pollution level in surface and groundwaters. AsIII-oxidizers and AsV-reducers were found to coexist in tested soils. The crucial role of indirectly As-mobilizing bacteria was also revealed. Indigenous microflorae affected the speciation and mobility of As inherent within the environmental matrix and/or adsorbed on iron oxy-hydroxydes, according to redox conditions. The relevance of the use of aoxB and arrA genes, as functional markers of AsIII-oxidizers and AsV-reducers, respectively, to evaluate potential As transformation was demonstrated. The detection of these bacterial communities using molecular tools was shown to have great promise in the prediction of As mobility in the environment.
Source: http://www.theses.fr/2008NAN10088/document
Voir plus Voir moins




AVERTISSEMENT

Ce document est le fruit d'un long travail approuvé par le
jury de soutenance et mis à disposition de l'ensemble de la
communauté universitaire élargie.

Il est soumis à la propriété intellectuelle de l'auteur. Ceci
implique une obligation de citation et de référencement lors
de l’utilisation de ce document.

Toute contrefaçon, plagiat, reproduction illicite encourt une
poursuite pénale.


➢ Contact SCD Nancy 1 : theses.sciences@scd.uhp-nancy.fr




LIENS


Code de la Propriété Intellectuelle. articles L 122. 4
Code de la Propriété Intellectuelle. articles L 335.2- L 335.10
http://www.cfcopies.com/V2/leg/leg_droi.php
http://www.culture.gouv.fr/culture/infos-pratiques/droits/protection.htm Faculté des Sciences et Techniques
U.F.R. Sciences et Techniques STMP
Ecole Doctorale RP2E
Thèse
pour l’obtention du titre de
Docteur de l’Université Henri Poincaré, Nancy I
Spécialité Géosciences
présentée par
Marianne QUEMENEUR
Les processus biogéochimiques impliqués
dans la mobilité de l’arsenic :
recherche de bioindicateurs
Soutenue publiquement le 21 novembre 2008 devant le jury :
Rapporteurs : Mme Marie-Claire Lett Professeur, Université Louis Pasteur, Strasbourg I
M. Timothy Vogel Professeur, Université Claude Bernard, Lyon I
Examinateurs : Mme Pascale Bauda Professeur, Université Paul Verlaine, Metz
Mme Cécile Grand Ingénieur, ADEME, Angers
Invités : Mme Catherine Joulian Chercheur, BRGM, Orléans
M. Patrick Billard Maître de conférences, Université Henri Poincaré, Nancy I
M. Francis Garrido Chercheur, BRGM, Orléans
Directeurs de thèse : Mme Corinne Leyval Directrice de recherche, CNRS, Nancy I
M. Michel Jauzein Professeur, Université Henri Poincaré, Nancy I

Laboratoire des Interactions Microorganismes- Bureau de Recherches Géologiques et Minières
Minéraux-Matière Organiques dans les Sols Service Environnement et Procédés Innovants
UMR 7137 CNRS – Faculté des Sciences – Unité Ecotechnologie
Vandoeuvre-lès-Nancy OrléansRemerciements
Ce travail de thèse a été réalisé à l’Unité Ecotechnologie du Bureau de Recherches
Géologiques et Minières (BRGM) à Orléans et au Laboratoire des Interactions
Microorganismes - Minéraux - Matière Organique dans les Sols (LIMOS) du CNRS et de
l’Université Henri Poincaré (Nancy I).
Je remercie Dominique Morin, responsable de l’Unité Ecotechnologie du BRGM, Dominique
Darmendrail et Hervé Gaboriau, chef et adjoint du service Environnement et Procédés
Innovants du BRGM, respectivement, et Corinne Leyval, Directrice du LIMOS et co-
directrice de ma thèse, pour m’avoir accueillie au sein de leurs laboratoires. Je remercie
également le Professeur Michel Jauzein pour avoir accepté de diriger ma thèse et pour
m’avoir accordé sa confiance.
Je remercie tout particulièrement Catherine Joulian (BRGM) pour m’avoir formée, conseillée
et soutenue durant ces trois années. Je la remercie encore pour sa disponibilité et son
investissement tout au long de ce travail. Pour tout cela, je lui en suis très reconnaissante.
Je remercie également Francis Garrido (BRGM) pour ces conseils et pour avoir contribué
activement et régulièrement au bon déroulement de cette thèse.
Je remercie Patrick Billard (LIMOS) pour ces conseils particulièrement pertinents sur
l’ensemble de ces travaux. Je remercie Aurélie Cébron (LIMOS) pour son aide concernant les
manipulations de PCR en temps réel.
Je remercie le Professeur Philippe Bertin du Laboratoire de Génétique Moléculaire,
Génomique et Microbiologie (GMGM, CNRS-ULP, Strasbourg) pour nos discussions et ses
conseils avisés sur une partie de mon travail. Je remercie également Audrey Heinrich-
Salmeron, Daniel Muller et Didier Lièvremont pour avoir collaboré à cette même partie de
mon travail.
Je remercie les Professeurs Marie-Claire Lett de l’Université Louis Pasteur de Strasbourg
(GMGM, CNRS-ULP) et Timothy Vogel de l’Université Claude Bernard de Lyon
(Environmental Microbial Genomics Group, Laboratoire AMPERE, Ecole Centrale de Lyon)
pour avoir accepté de juger mon travail. Je remercie également le Professeur Pascale Bauda
de l’Université Paul Verlaine de Metz pour avoir accepté d’examiner ma thèse ainsi que
Cécile Grand (ADEME) pour avoir suivi mon travail au cours de ces trois années et accepté
de l’examiner. Je remercie l’ADEME pour m’avoir accordé une bourse de doctorat.
Je remercie également Fabienne Battaglia (BRGM), grâce à qui l’étude sur les eaux du bassin
de l’Isle a pu être réalisée. Merci à Dominique Breeze (BRGM) et Catherine Crouzet
(BRGM) pour toutes les analyses d’arsenic et de fer effectuées. Merci à Antoine Joubert, pour
sa gentillesse et pour avoir débuté l’étude biogéochimique sur les sites d’étude.
Je tiens également à remercier Laurie Casalot du laboratoire de Microbiologie et de
Biotechnologie des Environnements Chauds de l’IRD (Marseille) pour m’avoir initiée à la
microbiologie moléculaire durant mes six mois de stage de Master 2 et m’avoir donné le goût
de la recherche.Je remercie l’ensemble des membres de mes laboratoires d’accueil, qui m’ont permis de
m’intégrer et de me sentir bien au sein des deux structures. Merci à Caroline, ma voisine d’en
face ou « la femme chocolat », pour sa gaieté et son accent typique du Sud-Est. Merci à
Sylvain, « le maître microscopiste » ou « l’historien » à ses heures perdues, pour sa gentillesse
et ces précieux conseils sur Excel et aussi pour m’avoir supportée dans l’enceinte de notre
bureau. Merci à Chris, « l’Anglais », pour nos bonnes soirées passées « rue de Bourgogne »,
nos vacances en Angleterre, au pays des « crags » et des « sheeps », et ses conseils de
dernières minutes sur Word. Merci à mes collègues de paillasse (Hafida, Laurence et
Stéphanie), pour l’entraide et la bonne entente. Merci aux stagiaires et thésards du LIMOS et
à Thierry Beguiristain pour sa bonne humeur.
Je remercie enfin mon Willy, pour son soutien et sa patience (particulièrement durant la
rédaction).Table des matières
Introduction ......................................................................................................... 1
I. Synthèse bibliographique................................................................................ 3
I.1. L’arsenic................................................................................................................. 3
I.1.1. Propriétés et formes............................................................................................ 3
I.1.2. Toxicité............................................................................................................... 6
I.2. Sources et distribution 9
I.2.1. Sources naturelles et anthropiques ..................................................................... 9
I.2.2. Distribution dans les compartiments environnementaux ................................. 12
I.3. Principaux mécanismes de mobilité de l’arsenic dans l’environnement.............. 16
I.3.1. Réactions de (co-)précipitation/dissolution...................................................... 17
I.3.2. Réactions d’adsorption/désorption................................................................... 19
I.3.3. Importance du facteur microbien dans les processus de mobilité de l’As ....... 22
I.4. Les bactéries et la biotransformation de l’As....................................................... 26
I.4.1. Oxydation de l’AsIII ........................................................................................ 26
I.4.2. Réduction dissimilatrice, ou respiration, de l’AsV .......................................... 34
I.4.3. Résistance bactérienne à l’As........................................................................... 39
I.5. Stratégies d’études moléculaires des communautés microbiennes ...................... 43
I.5.1. Les marqueurs moléculaires............................................................................. 45
I.5.2. Les outils moléculaires pour analyser les échantillons environnementaux...... 50
I.6. Programme de travail et objectifs......................................................................... 60
II. Matériels et méthodes .................................................................................. 62
II.1. Echantillons environnementaux ........................................................................... 62
II.1.1. Sols du bassin de la Meuse............................................................................... 63
II.1.2. Solsssin du Gallego ................................................................................ 64
II.1.3. Eaux du bassin de l’Isle.................................................................................... 65
II.2. Souches bacteriennes............................................................................................ 66
II.3. Etudes en systèmes fermés (batch)....................................................................... 68
II.4. Enrichissements et isolements.............................................................................. 70
II.5. Analyses physico-chimiques 72
II.6. Microbiologie moléculaire ................................................................................... 73
II.6.1. Extractions d’acides nucléiques 73
II.6.2. Dessin d’amorces ciblant les gènes aoxB......................................................... 74
II.6.3. Amplification par PCR..................................................................................... 76
II.6.4. Quantification par PCR en temps réel.............................................................. 80
II.6.5. Profils des gènes aoxB par DGGE ................................................................... 85
II.6.6. Structures des communautés bactériennes totales par CE-SSCP..................... 87
II.6.7. Construction de librairies de gènes, criblage et séquençage ............................ 88
II.6.8. Analyses des séquences.................................................................................... 89
- I -III. Le gène aoxB, marqueur moléculaire des bactéries AsIII-oxydantes ... 91
III.1. Contexte ............................................................................................................... 91
III.2. Collection de souches AsIII-oxydantes................................................................ 91
III.3. Dessin, sélection et évaluation d’amorces ciblant les gènes aoxB ....................... 93
III.4. DGGE................................................................................................................... 97
III.5. PCR en temps réel................................................................................................ 99
III.6. Conclusion.......................................................................................................... 104
IV. Analyse et évolution des gènes aoxB ....................................................... 105
IV.1. Contexte ............................................................................................................. 105
IV.2. Analyse des séquences aoxB et AoxB................................................................ 105
IV.3. Phylogénie des séquences aoxB et AoxB de souches connues .......................... 111
IV.4. Phylogénies des séquences AoxB et de l’ARNr 16S ......................................... 117
IV.5. Conclusion 119
V. La structure et la quantité des gènes aoxB sont-elles liées aux
concentrations et spéciations d’arsenic ? ...................................................... 121
V.1. Contexte ............................................................................................................. 121
V.2. Comparaison des profils DGGE des gènes aoxB ............................................... 122
V.3. Diversité des gènes aoxB.................................................................................... 124
V.4. Abondance des gènes aoxB ................................................................................ 130
V.5. Conclusion.......................................................................................................... 131
VI. Coexistence des communautés bactériennes AsIII-oxydantes et
respirant l’AsV dans des sols industriels pollués ......................................... 135
VI.1. Contexte ............................................................................................................. 135
VI.2. Oxydation et réduction potentielles de l’As par les bactéries indigènes............ 135
VI.3. Diversité des bactéries AsIII-oxydantes dans le sol T12R................................. 138
VI.4. Diversité des bactéries respirant l’AsV dans le sol T12R.................................. 143
VI.5. Conclusion.......................................................................................................... 145
VII. Dynamique de la mobilité de l’arsenic et des communautés
bactériennes indigènes d’un sol industriel.................................................... 147
VII.1. Contexte ............................................................................................................. 147
VII.2. Dynamique des communautés bactériennes dans des sols remobilisant l’As
(études préliminaires)......................................................................................................... 148
VII.3. Processus biogéochimiques impliqués dans la mobilité de l’As........................ 152
VII.3.1. Influence de conditions oxydantes ............................................................. 153
VII.3.2. Influence de conditions réductrices............................................................ 162
VII.4. Conclusion.......................................................................................................... 169
- II -VIII. Réponse des communautés bactériennes indigènes de sols agricoles
(faiblement pollués) à une accumulation d’As ............................................. 173
VIII.1. Contexte ............................................................................................................. 173
VIII.2. Potentiel de sols agricoles à oxyder et réduire l’As ........................................... 174
VIII.3. Effet des activités microbiennes du sol G07 sur une accumulation d’AsIII en
aérobiose 177
VIII.3.1. Evolution de l’As et du fer ......................................................................... 178
VIII.3.2. Communautés bactériennes totales ............................................................ 180
VIII.4. Effet des communautés microbiennes du sol G07 sur une accumulation d’AsV en
anaérobiose......................................................................................................................... 181
VIII.4.1. Evolution de l’As et du fer 181
VIII.4.2. Communautés bactériennes totales 187
VIII.5. Conclusion.......................................................................................................... 188
Conclusions et Perspectives............................................................................ 191
Valorisation du travail.................................................................................... 201
Références ........................................................................................................ 203
Annexes............................................................................................................. 225
- III -Liste des Abréviations
ADN : Acide désoxyribonucléique
Aox : Arsénite oxydase
APS : Persulfate d'ammonium
ARN : Acide ribonucléique
ARNm : ARN messager
ARNr : ARN ribosomique
Aro : Arsénite oxydase
Arr : Arséniate réductase respiratoire
Ars : Arséniate résistance système
As : Arsenic
AsIII : Arsénite
AsV : Arséniate
Aso : Arsénite oxydase
BLAST : Basic Local Alignment Search Tool
CE-SSCP : Capillary Electrophoresis - Single Strand Conformation Polymorphism
CODEHOP : COnsensus-DEgenerate Hybrid Oligonucleotide Primers
Ct : Threshold cycle (en français : cycle seuil)
DGGE : Denaturing Gradient Gel Electrophoresis
DMSO : Diméthyle Sulfoxyde
dNTP : desoxyribonucléotide triphosphate
EDTA : éthylène diamine tétra-acétate
Fe : Fer
HFO : Oxydes de fer hydratés
kDa : kilodalton
OTU : Operational Taxonomic Unit
pb : paires de bases
PCR : Polymerase Chain Reaction
TEMED : Tétra-méthyl-éthylènediamine
SAA : Spectroscopie par Absorption Atomique
- V -